分子生物学实验 任 峰 华中师范大学生命科学学院

实验目录 实验 一 植物基因组DNA提取及纯化 实验 二 PCR克隆目的基因 实验 三 PCR产物琼脂糖凝胶电泳 实验 五 目的基因片段与载体连接 实验 六 E.coli DH5α和 DE3感受态细胞制备 实验 七 连接产物转化转化大肠杆菌 实验 八 阳性单菌落筛选 实验 九 重组质粒DNA提取 实验 十 重组质粒及表达载体pET酶切分析与电泳 实验十一 目的片段回收及与表达载体连接 实验十二 连接产物转化DH5α,质粒提取 实验十三 阳性质粒转化表达菌株BL21 实验十四 蛋白质的诱导表达及蛋白质样品制备 实验十五 SDS-PAGE检测诱导表达的蛋白质

实验一 植物基因组DNA提取 1. 基因组DNA 的提取通常用于构建基因组文库、Southern 杂交及PCR 分离基因等。 基本原理 1. 基因组DNA 的提取通常用于构建基因组文库、Southern 杂交及PCR 分离基因等。 2.不同生物（植物、动物、微生物）的基因组DNA 的提取方法有所不同; 不同种类或同一种类的不同组织因其细胞结构及所含的成分不同，分离方法也有差异。 3. 在提取某种特殊组织的DNA 时必须参照文献和经验建立相应的提取方法, 以获得可用的DNA 大分子。尤其是组织中的多糖和酚类物质对随后的酶切、PCR 反应等有较强的抑制作用,因此用富含这类物质的材料提取基因组DNA 时, 应考虑除去多糖和酚类物质。

4.核酸是生物有机体中的重要成分，在生物体中核酸通常与蛋白质结合在一起，以核蛋白的形式存在。核酸分为DNA和RNA，在真核生物中，前者主要存在于细胞核中，后者主要存在于细胞质和核仁里。在制备核酸时，通过研磨破坏细胞壁和细胞膜，使核蛋白被释放出来。

5. 植物基因组DNA的提取程序： （1）破碎组织 （2）破坏细胞膜 （3）去除杂质 （4）沉淀基因组DNA

6. DNA的检测方法 （1）紫外分光光度法 （2）电泳检测DNA的质量

本实验是通过SDS法提取拟南芥基因组DNA。

二 实验目的 1.通过SDS提取拟南芥基因组DNA; 2.为从拟南芥基因组DNA克隆目的基因作准备

仪器、材料和试剂 仪器及耗材： 研钵、微量移液器及吸头、EP管、台式离心机。 材 料： 拟南芥小苗 材 料： 拟南芥小苗 试 剂： DNA Extract Buffer (0.2M NaCl, 25mM EDTA, 0.5% SDS, pH 7.5); 70%乙醇；酚；氯仿；异丙醇;RNase

实验步骤 1. 取一定量的拟南芥组织; 2. 加入600 μl抽提缓冲液（0.2M NaCl, 25mM EDTA, 0.5% SDS, pH 7.5），室温下快速研磨; 3. 把抽提液从研钵中移至1.5 ml 离心管中，混匀; 4. 12,000 rpm, 离心10 min (RT)。取上清，加等体积的酚/氯仿（1：1）混合液，上下颠倒混匀； 5. 12,000 rpm, 5min (RT) ，取上清，加等体积的异丙醇，上下颠倒混匀； 6. 12,000 rpm, 10min (RT) ，弃上清，倒置于吸水纸上待壁上液体流尽后加入1ml的70%乙醇洗沉淀； 7. 12,000 rpm, 5 min (RT) ，弃上清，倒置于纸巾上待其干燥； 8 加20 μl ddH2O溶解沉淀;

9.在溶解DNA中加入3-5μl RNase，37oC消化2-3h; 10.补充ddH2O至总体积400μl，加入等体积的酚/氯仿，混匀； 11. 12000 rpm, 5min (RT)，取上清入新的EP管中，用等体积的氯仿再抽提一次,12000 rpm, 5min (RT) ； 12. 取上清，加入1/10体积的乙酸钠和2倍体积的无水乙醇，并混匀，-20oC 放置10 min; 13. 12000 rpm, 10min ,4oC； 14.去上清，70％乙醇洗沉淀,12000 rpm, 5min ,4oC ； 15.去上清，沉淀干燥后，加入 ddH2O溶解DNA 16. 通过分光光度计或电泳检测DNA的浓度和纯度。

注意事项 （1）选用幼嫩植物组织，可减少淀粉类的含量。 （2）植物组织充分匀浆。 （3）DNA的二级结构和双链易受多种因素的影响引起双链解开，即“变性”，因此抽提时避免使用变性的条件。 （4）抑制内外源DNase的活力。 （5）防止化学降解。 （6）防止物理因素降解。。

实验报告

实验二 PCR克隆目的基因 一 实验原理 PCR(Polymerase Chain Reaction,聚合酶链式反应)是一种选择性体外扩增DNA 的方法.它包括三个基本步骤: (1) 变性(Denature):目的双链DNA 片段在94℃下解链; (2) 退火(Anneal):两种寡核苷酸引物在适当温度(56℃左右)下与模板上的目的序列通过氢键配对; (3) 延伸(Extension):在TaqDNA 聚合酶合成DNA 的最适温度下,以目的DNA 为模板进行合成. 由这三个基本步骤组成一轮循环,理论上每一轮循环将使目的DNA 扩增一倍,这些经合成产生的DNA 又可作为下一轮循环的模板,所以经25-35 轮循环就可使DNA 扩增达待扩目的基因扩增放大几百万倍。

PCR原理 FLASH演示

PCR技术发展 PCR是20世纪80年代中期发展起来的体外核酸扩增技术。 它具有特异、敏感、产率高、 快速、 简便、重复性好、易自动化等突出优点；能在一个试管内将所要研究的目的基因或某一DNA片段于数小时内扩增至十万乃至百万倍。 PCR技术是生物科学领域中的一项革命性创举和里程碑。

Mullis因发明了“聚合酶链式反应”而获得1993年度诺贝尔化学。 1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis 等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。 Mullis因发明了“聚合酶链式反应”而获得1993年度诺贝尔化学。

Mullis最初使用的 DNA聚合酶是大肠杆菌 DNA 聚合酶 I 的Klenow片段，其缺点是： ②引物链延伸反应在37℃下进行，容易发生模板和引物之间的碱基错配，其PCR产物特异性较差，合成的DNA片段不均一。 Klenow这些缺点给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。

Taq DNA Polymerase 1988年Saiki 等从水生嗜热杆菌(thermus aquaticus) 中提取耐高温的Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase) ， 此酶在93℃下反应2h后其残留活性是原来的60%。 缺点： Taq DNA Polymerase只有5’→3’ 聚合酶活性，但没有3’ →5’外切活性，无法消除突变和错配，碱基错误掺入率可达10-4/碱基/循环

Pfu DNA Polymerase Pfu DNA 聚合酶是已知保真度最高的聚合酶，来自于Pyrococcus furiosis 菌株，不仅具有掺入反应迅速及热稳定性高的优点，更是当前市场上所有DNA聚合酶中掺入出错率最低的一种。 优点：Pfu具有3’ →5’校阅功能，其错配率分别仅为10-7。 缺点：效率低，扩增片段较短

Taq Plus DNA Polymerase 是Taq和Pfu DNA 聚合酶的混合物，与Taq DNA聚合酶相比，具有扩增长度增加（简单模板可有效扩增20kb,复杂模板可有效扩增10kb), 保真度好的特点；与Pfu DNA 聚合酶相比，具有扩增速度快，反应效率高的优势。

PCR反应体系组成 模板 5’引物和3’引物 4 种dNTP DNA 聚合酶 Mg2+ 反应缓冲液

1. 模板 PCR 反应必须以DNA 为模板进行扩增, 模板DNA 可以是单链分子,也可以是双链分子,可以是线状分子,也可以是环状分子 就模板DNA 而言,影响PCR 的主要因素: 纯 度: 蛋白、多糖、酚类等杂质会抑制PCR反应 完整性: 模板降解会导致PCR扩增无产物 浓 度: 加量过多导致非特异性扩增增加

2. 引物 PCR 反应产物的特异性由一对上下游引物所决定。引物的好坏往往是PCR 成败的关键 引物影响因素： 特异性： 长度适当、避免二级结构和二聚体 完整性： 避免反复冻融 浓 度： 应适当,过高导致非特异性增加,过低则 扩增产物太少

引物设计原则 (1) 引物长度： 约为16-30b (2) G+C含量： G+C含量通常为40%-60%, 较短引物可粗略估计Tm＝4(G+C)+2(A+T). (3) 四种碱基随机分布，在3‘端不存在连续3 个G 或C,因这样易导致错误引发。 (4) 在引物内及两引物之间, 尤其在3‘端应不存在二级结构。 (5) 引物5‘端对扩增特异性影响不大, 可在引物设计时加上限制酶位点。 (6)引物不与模板结合位点以外的序列互补

4 种 dNTP 浓度适当，避免反复冻融 dNTP 原液配成10mM或者2.5mM分装,-20oC贮存。 一般反应中每种dNTP 的终浓度为20-200μM。当dNTP 终浓度大于50mM 时可抑制Taq DNA 聚合酶的活性. 4 种dNTP 的浓度应该相等,以减少合成中由于某种dNTP 的不足出现的错误掺入。

Mg2+ 过高非特异性严重，过低无扩增产物 Mg2+浓度对DNA 聚合酶影响很大,它可影响酶的活性,影响引物退火和解链温度, 影响产物的特异性以及引物二聚体的形成等。 通常Mg2+浓度范围为0.5-3mM。 试剂公司通常会将Mg2+加入到DNA 聚合酶的反应缓冲液中： 10×Reaction Buffer (including Mg2+) 10×Reaction Buffer (without Mg2+)

Taq /Pfu /Taq Plus DNA Polymerase Taq DNA Polymerase活性半衰期为95℃ 40min, 97℃ 5min. Taq DNA 聚合酶的酶活性单位定义为74℃下,30min,掺入10nmol/L dNTP 到核酸中所需的酶量。 Taq DNA 聚合酶的一个致命弱点是它的出错率,一般PCR 中出错率为2×10-4 核苷酸/每轮循环, 100μl PCR 反应中,1.5-2 单位的Taq DNA 聚合酶就足以进行30 轮循环. 反应结束后，如果需要利用这些产物进行下一步实验,需要预先灭活Taq DNA 聚合酶, 灭活Taq DNA 聚合酶的方法有：(1) PCR 产物经酚:氯仿抽提,乙醇沉淀。 (2) 加入10mmol/L 的EDTA螯合Mg2+ 。 (3) 99-100℃加热10min.目前已有直接纯化PCR 产物的Kit 可用。

DNA 聚合酶单位定义：1个酶单位是指在以下分析条件下，于74℃，30min内使10mmol的dNTP掺入酸不溶性成分所需的酶。 不同公司提供的酶U的定义也不同。

反应缓冲液 各种DNA聚合酶都有自己特定反应缓冲液； Taq DNA Polymerase反应缓冲液一般含： 10-50mM Tris·Cl (20℃下pH8.3-8.8) 50mM KCl 适当浓度的Mg2+

缓冲液 10 mmol/l Tris.Cl 50 mmol/l KCl 10 µg/ml 明胶或血清白蛋白 提供适合反应的pH值（pH 8.4） 50 mmol/l KCl 促进引物退火 10 µg/ml 明胶或血清白蛋白 为Taq酶的保护剂

PCR反应主要参数： 1. 预变性：94°C， 3--5min 2. 变性： 94°C，30s-1min 3. 复性： 56 °C，20s--2min 4. 延伸： 72 °C，30s--3min 5. 总延伸：72 °C， 10min

预变性和变性 在第一轮循环前,在94℃下变性3－5min 非常重要,它可使模板DNA 完全解链 。变性不完全,往往使PCR失败,因为未变性完全的DNA双链会很快复性,减少DNA产量. 一般变性温度与时间为94℃ 1min。在变性温度下,双链DNA 解链只需几秒钟即可完全,所耗时间主要是为使反应体系完全达到适当的温度。

退火 引物退火的温度和所需时间的长短取决于引物的碱基组成，引物的长度、引物与模板的配对程度以及引物的浓度.实际使用的退火温度比扩增引物的Tm 值约低5℃。 通常退火温度和时间为55℃左右,1-2min。

延伸 延伸反应通常为72℃,接近于Taq DNA 聚合酶的最适反应温度75℃.实际上。 延伸反应时间的长短取决于目的序列的长度和浓度。Taq DNA 聚合酶每分钟约可合成2kb 长的DNA。 一般在扩增反应完成后,都需要一步较长时间(10-30min)的延伸反应,以获得尽可能完整的产物, 这对以后进行克隆或测序反应尤为重要。

循环次数 循环次数主要取决于DNA 浓度。一般而言25-30 轮循环已经足够。 循环次数过多,会使PCR 产物中非特异性产物大量增加。

实验目的 1.通过PCR从拟南芥基因组中扩增目的基因片段 2.学习PCR仪等仪器的使用

实验材料和器材 材料：拟南芥基因组DNA 器材：移液器及吸头，PCR 管， PCR仪，台式离心机。

所需试剂 10×PCR 反应缓冲液 dNTP Mix:每种10 mM 5’和3’引物：各10 pmol/μl （10μmmol/L） Taq DNA 聚合酶 5U/μl 无菌去离子水；

实验步骤 1. 在PCR管中依次混匀下列试剂(总体积50μl ) 5 μl 10×Buffer (Including MgCl2) 1μl dNTP mix （各10 mM ） 1μl 5’上游引物 （ 10μM ） 1μl 3’下游引物 （ 10μM ） 模板DNA (>200 ng) 1U Taq DNA聚合酶 补充ddH2 O 至50μl 混匀后短暂离心（点离）。

2. 将PCR管放置到PCR仪中，盖好盖子 3. 用94oC预变性3-5分钟；94oC变性1分钟，58oC退火1 分钟, 72oC延伸2 分钟, 32个循环；最后一轮循环结束后, 于72oC下保温10 分钟， 4. 终止反应，从PCR仪取出PCR管，放置4oC存

注意事项 1.PCR 非常灵敏, 尽可能避免污染。吸头、离心管应高压灭菌, 每次吸头用毕应更换, 不要互相污染试剂； 2.加试剂前, 应短促离心10 秒钟, 然后再打开管盖, 以防手套污染试剂及管壁上的试剂污染吸头侧面； 3.应设含除模板DNA 所有其它成分的负对照。

实验三 PCR产物琼脂糖凝胶电泳

一、实验原理 琼脂糖是一种天然聚合长链状分子，可以形成具有刚性的滤孔，凝胶孔径的大小决定于琼脂糖的浓度。 DNA分子在碱性缓冲液中带负电荷，在外加电场作用下向正极泳动。 DNA分子在琼脂糖凝胶中泳动时，有电荷效应与分子筛效应。不同DNA的分子量大小及构型不同，电泳时的泳动率就不同，从而分出不同的区带

影响DNA 迁移速率因素 DNA分子泳动主要的因素分两方面： DNA分子特性和电泳条件。 1. DNA 的分子大小: 3. 琼脂糖浓度 4. 电源电压 5. 嵌入染料的存在 6. 离子强度影响

琼脂糖是从琼脂中分离得到，由1,3连接的吡喃型b-D-半乳糖和1,4连接的3,6脱水吡喃型阿a-L-半乳糖组成，形成相对分子量为104～105的长链。 琼脂糖加热溶解后分子呈随机线团状分布，当温度降低时链间糖分子上的羟基通过氢键作用相连接，形成孔径结构，而随着琼脂糖浓度不同形成不同大小的孔径

琼脂糖凝胶的浓度与DNA分离范围 琼脂糖浓度(%) 线型DNA分子的分离范围(Kb) 0.3 5～60 0.6 1～20 0.7 0.8～10 0.9 0.5～7 1.2 0.9～6 1.5 0.2～3 12.0 0.1～2

核酸电泳缓冲液有三种 Tris-乙酸(TAE) 、Tris-硼酸(TBE)和 Tris-磷酸(TPE).

DNA电泳上样缓冲液 2. 增加样品密度以保证DNA沉入加样孔，一般上样缓冲液中加入一定浓度的甘油或蔗糖，这样可以增加样品的比重。 DNA Loading Buffer作用 1.螯合Mg2＋，防止电泳过程中DNA被降解，一般上样缓冲液中含10mM EDTA。 2. 增加样品密度以保证DNA沉入加样孔，一般上样缓冲液中加入一定浓度的甘油或蔗糖，这样可以增加样品的比重。 3. 指示剂监测电泳的行进过程，一般加入泳动速率较快的溴酚蓝指示电泳的前沿，它的速率约与300bp的线状双链DNA相同。

DNA电泳的标准分子量 目前各厂商开发了各种类型的标准分子量，有广泛用于PCR产物鉴定的小分子Marker，也有常规用的大分子Marker

二、实验目的 1 掌握琼脂糖凝胶电泳分离DNA的原理和方法 2 通过琼脂糖凝胶电泳检测PCR扩增的目的基因

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：天平、电泳设备、台式离心机、称量纸、药勺、微量移液器及吸头、EP管、封口膜、三角瓶、微波炉、凝胶成像系统。 材 料： PCR产物 试 剂： 琼脂糖，1×TAE电泳缓冲液、溴化乙锭（EB）、6×Loading buffer、无菌去离子水、DNA Marker；

四、实验步骤 1. 1g 琼脂糖加入100ml 0.5×TAE电泳缓冲液中，摇匀。在微波炉中加热至琼脂糖完全溶解。 2. 将制胶板放好，插入适当梳子，将溶解的琼脂糖（约50℃）倒入，室温冷却凝固 3. 充分凝固后将胶板取出，小心垂直向上拔出梳子，置入电泳槽中，加0.5×TAE电泳缓冲液至液面覆盖凝胶1-2mm。

4. 用移液器吸取3μl 的6×loading buffer于封口膜上，再加入9μl DNA样品，混匀后，小心加入点样孔。 5. 打开电源开关，一般红色为正极黑色为负极，调节电压至3-5V/cm，可见到溴酚蓝条带由负极向正极移动，电泳约30min-60min。 6. 在瓷盘中加入适量的水，再加入5－10μl EB，将凝胶放入盘中2－3 分钟 7. 将凝胶置于凝胶成像仪内，再紫外灯下检测PCR产物的DNA条带

实验四 目的基因与载体连接

一、实验原理 DNA沉淀、洗涤、融解、浓度测定和保存 DNA不溶于有机溶剂，可用乙醇或异丙醇来沉淀DNA 1 醇的沉淀，目的是使核酸从体系中沉淀下来，从而实现核酸与其它杂质 – 主要是盐分离。 2 标准的醇沉淀要求有一定的盐及某一比例的醇用量 沉淀DNA用70%乙醇洗涤，除去其它盐和小分子物质。 沉淀的DNA多使用水或者低浓度缓冲液溶解如弱碱性的 TE 溶解。 核酸质量检测：电泳和紫外分光光度仪 核酸在保存中的稳定性，与温度成反比，与浓度成正比。

目的基因与载体连接 平末端连接 粘性末端连接 T载体策略连接

平末端连接 Taq DNA 聚合酶往往在PCR 产物3'端加上多余的非模板依赖碱基,在用平末端连接克隆PCR 产物前,可用Klenow 片段或T4 DNA 聚合酶处理补平末端。 有些DNA聚合酶（pfu DNA 聚合酶）扩增的PCR产物为平端，可以直接用于平端连接

粘性末端连接 利用引物中附加在5'端的限制酶位点,直接将PCR 产物经适当的限制酶切割后产生粘性末端,与载体连接,产生重组DNA. 如果下游两个引物中含有两个不同的限制酶位点.经酶切后定向克隆到载体中。

T-载体连接 TaqDNA聚合酶能在平端双链DNA的3‘末端加一个非模板依赖碱基(A或T),所加碱基多为A。 利用这一特点,可以经限制酶(如EcoRV)切割载体,使其产生平末端,再利用Taq DNA聚合酶向载体双链DNA的3‘末端加上T ,使载体与PCR 产物末端互补并进行连接

pMD18-T Vector pMD18-T Vector是一种高效克隆PCR产物（TA Cloning）的专用载体。用EcoR V进行酶切反应后，再在两侧的3‘端添加“T”而成。，本制品中的高效连接液Solution I可以在短时间内（约30分钟）完成连接反应，大大方便了实验操作。

pMD18-T Vector的结构

二、实验目的 1 通过乙醇沉淀DNA 2 通过T载体策略进行目的基因与载体的连接

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：台式离心机、微量移液器及吸头、EP管、封口膜、水浴锅。 材 料： PCR产物 试 剂： 无水乙醇，70%乙醇、3M NaAc（pH5.2）、无菌去离子水；pMD18-T

四、实验步骤 1. 将PCR产物加去离子水至50 μL, 加入1/10倍体积的3M NaAc(5 μL)和2.5倍体积的无水乙醇，混匀，－20℃放置10 min; 2. 12,000 rpm，4℃，离心10 min; 3. 去上清，将PCR管倒置于吸水纸上； 4. 向PCR管加入适量70％乙醇，将DNA沉淀重悬； 5. 12,000 rpm，4℃，离心5 min; 6. 去上清，倒置吸水纸上，晾干，加入10 μL去离子水融DNA沉淀。

7. 测定DNA的浓度 8. 沉淀的目的基因DNA与载体连接 取一新的PCR管，加入下列反应成分(总体积10μl) ： 目的 DNA 4.5 μl (0.1 pmol～0.3 pmol) pMD18-T Vector 0.5 μl 加入5 μl（等量）的 Solution I； 9. 16OC水浴中反应30分钟。

实验五 大肠杆菌感受态细胞制备

一 实验原理 在自然条件下,很多质粒都可通过细菌接合作用转移到新的宿主内,但在人工构建的质粒载体中,一般缺乏此种转移所必需的mob基因,因此不能凭自己的能力进入细菌 。如需将质粒载体转移进受体细菌，需诱导受体细菌产生一种短暂的感受态以摄取外源DNA。 细菌处于容易吸收外源DNA的状态叫感受态。

感受态细胞制备方法 化学法: CaCl2 处理后细胞膜的通透性发生了暂时性的改变,成为能允许外源DNA分子进入的感受态细胞 ; 物理法:

感受态细胞制备中应注意因素 细胞生长状态和密度 不要用经过多次转接或储于４℃的培养菌，最好从－70℃或-20℃甘油保存的菌种中直接转接用于制备感受态细胞的菌液。 细胞生长密度以刚进入对数生长期时为好，可通过监测培养液的OD600 来控制。DH5α菌株的OD600 为0.5 时,细胞密度在5×107 个/ml 左右(不同的菌株情况有所不同),这时比较合适。密度过高或不足均会影响转化效率。 2. 试剂的质量 所用的试剂,如CaCl2 等均需较高纯度，冰箱保存。 3. 防止杂菌和杂DNA 的污染 整个操作过程均应在无菌条件下进行, 所用器皿, 如离心管, tip头等最好是新的,并经高压灭菌处理,所有的试剂都要灭菌,且注意防止被其它试剂、DNA 酶或杂DNA所污染。

二 实验目的 1.学习以 E.coli DH5α菌株为受体细胞，用CaCl2处理受体菌使其处于为感受态； 2. 制备大肠杆菌感受态细胞，为转化实验作准备。

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：培养皿、细菌投布器、三角瓶、牙签、恒温摇床、电热恒温培养箱、分光光度计、冷冻离心机、50mL离心管、无菌工作台 材 料： E. coli DH5α菌株 试 剂： LB 固体和液体培养基、 100 mM CaCl2、甘油。

LB 液体培养基(Luria-Bertani)配方： 蛋白胨(Tryptone) 1 g 酵母提取物(Yeast extract) 0.5 g NaCl 1 g 加去离子水至总体积100 mL，用NaOH 调pH 至7.0,高压灭菌 LB 固体培养基配方： 每100mL LB液体培养基中加1.2g 琼脂粉,高压灭菌。

超净工作台

离心设备 台式高速冷冻离心机

恒温空气摇床

恒温培养箱 培养皿

四 实验步骤 菌株活化 1．用接种环直接取冻存的大肠杆菌DH5α，在LB培养基平板表面划线，于37℃培养16小时； 2．挑取一个单菌落，转到10 ml LB培养基中，于37℃培养3－5小时； 3．将培养液全部转到100mlLB培养基中培养2－3小时，到OD600＝ 0.45-0.55

感受态细胞制备 4. 将30ml菌液转入离心管中，冰上10 min; 5. 4oC，5,000 rpm，离心5 min；

6. 去上清，将沉淀重悬于10 ml用冰预冷的100 mM CaCl2中，置于冰上30 min； 7. 4oC，5,000 rpm，离心5 min； 8. 去上清，将沉淀重悬于1 mL用冰预冷的100 mM CaCl2溶液中，再加入70%甘油至终浓度为15-20% (0.4ml),混匀； 9. 按每管100 l分装，冰上放置几分钟,即成感受态细胞，-70oC冰箱中保存.

实验六 连接产物转化大肠杆菌

一 实验原理 转化(Transformation)是将外源DNA 分子引入受体细胞,使之获得新的遗传性状的一种手段,它是微生物遗传、分子遗传、基因工程等研究领域的基本实验技术。

大肠杆菌感受态细胞与重组质粒DNA放置在冰浴(0oC)，CaCl2低渗溶液中，细菌细胞膨胀成球形。转化混合物中的DNA形成抗DNA酶的羟基—钙磷酸复合物粘附于细胞表面，经突然热激（42oC）处理，更有利于细胞对DNA复合物的摄取，外源DNA分子通过吸附、转入、自稳而进入细胞内，并且开始进行复制和表达。

将细菌放置在非选择性培养基中保温一段时间，促使在转化过程中获得的新的表型(如Ampr等)得到表达，然后将此细菌培养物涂在含有氨苄青霉素的选择性培养基上。

ＤＮＡ分子转化分以下几步: １．吸附－－双链ＤＮＡ分子吸附于受体菌表面； ２．转入－－双链ＤＮＡ分子解链。一条链进入受体菌，另一条降解； ３． 自稳－－外源质粒ＤＮＡ分子在细胞内复制成双链； ４．表达一供体基因随同复制子同时复制，分裂， 转录翻译。

二 实验目的 将目的基因与质粒的连接产物转入大肠杆菌（DH5α）感受态细胞，为重组载体的筛选最准备

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：培养皿、细菌投布器、三角瓶、恒温摇床、电热恒温培养箱、水浴锅、无菌工作台 材 料： 目的基因与载体的连接产物；大肠杆菌感受态细胞 试 剂： LB 固体和液体培养基、氨苄青霉素(100 mg/mL)、IPTG (200 mg/mL) 、X-gal (20mg/mL),。

氨苄青霉素(Amp)配置： 无菌水配制氨苄青霉素成100 mg/mL 溶液，过滤除菌，-20oC冰箱保存； X-gal配置： 将X-gal溶于二甲基甲酰胺中，配成20 mg/mL浓度的溶液，装于玻璃或聚丙烯管中，以锡铂纸包裹避光保存于-20oC， X-gal不需要过滤除菌； IPTG配置： 将2 g IPTG溶于8 mL水中，用水调节体积到10 mL, 过滤除菌， -20oC冰箱保存。

四 实验步骤 固体LB平板的准备 1. 固体LB培养基的配置：每100 mL液体LB培养基加入1.2 g琼脂粉，pH 7.0，高温灭菌； 2. 固体LB培养基融化后，冷却到50oC，加入氨苄青霉素（100μg/mL），再倒入灭菌的平板内； 3.在LB固体培养基表面均匀投布4μL IPTG (200 mg/mL)和40μL x-gal (20mg/mL),吹干;

4. 从-70oC冰箱中取出感受态细胞,置冰上解冻； 5. 在超净台上，取5 l 连接产物加入到感受态细胞中，充分混匀，冰上放置30 min； 6. 42oC热激处理90 sec，热击后迅速置于冰上冷却3-5 分钟； 7.加入600－800 l无抗生素的LB液体培养基，37oC，50－60 rpm温育45 min，使细菌恢复正常生长状态,并表达质粒编码的抗生素抗性基因； 8.菌液均匀涂布到含有抗生素（Amp 100 g/ml,并均匀的涂布有IPTG和X-gal）的LB平板上吹干，将培养皿倒置于37oC，培养16 h；

实验七 阳性克隆的鉴定和筛选

一 实验原理 将目的基因与载体进行连接形成重组子并转化后，在连接产物中既有载体和目的基因的连接，也有载体的自连和目的基因的自连，更多的是未发生连接反应的载体和目的DNA片断。这就需要我们对阳性克隆进行鉴定和筛选，将含有外源DNA的宿主细胞和不含外源DNA的宿主细胞分开，将含有正确重组子的宿主细胞和含有其他外源DNA的宿主细胞分开。

在我们的实验中，目的基因与T载体(pMD18-T)连接产物,转化E 在我们的实验中，目的基因与T载体(pMD18-T)连接产物,转化E. coli DH5α菌株。由于pMD18-T 上带有Ampr 和lacZ 基因,故重组子的筛选首先采用Amp 抗性筛选与α-互补现象筛选相结合的方法。

pMD18-T Vector的结构

因pMD18-T带有Ampr 基因而外源片段上不带该基因,故转化受体菌后只有带有pMD18-T DNA 的转化子才能在含有Amp 的LB 平板上存活下来（质粒自身环化和重组载体）;而只带有自身环化的外源片段的转化子则不能存活。此为初步的抗性筛选。

α-互补 pMD18-T上带有β-半乳糖苷酶基因(lacZ)的调控序列和β-半乳糖苷酶N 端146 个氨基酸的编码序列。这个编码区中插入了一个多克隆位点,但并没有破坏lacZ 的阅读框架,不影响其正常功能。E. coli DH5α菌株带有β-半乳糖苷酶C 端部分序列的编码信息。在各自独立的情况下, pMD18-T 和DH5α编码的β-半乳糖苷酶的片段都没有酶活性。当这种载体转入可编码－半乳糖苷酶C端部分序列的宿主细胞中时，在异丙基--D硫代半乳糖苷（IPTG）的诱导下，宿主可同时合成这两种肽段，虽然它们各自都没有酶活性，但它们可以融为一体形成具有酶活性的蛋白质。所以称这种现象为-互补现象。

由互补产生的－半乳糖苷酶(LacZ)能够作用于生色底物5－溴－4－氯－3－吲哚－－D－半乳糖苷(X-gal)而产生蓝色的菌落，所以利用这个特点，在载体的该基因编码序列之间人工放入一个多克隆位点，当插入一个外源DNA片段时，会造成LacZ()基因的失活，破坏-互补作用，就不能产生具有活性的酶。所以，有重组质粒的菌落为白色，而没有重组质粒的菌落为蓝色。

重组DNA转化细菌过程示意图

菌落PCR鉴定阳性克隆 并不是所有白斑菌落是含有重组质粒的阳性菌落，存在假阳性现象。可以通过菌落PCR进一步鉴定含有重组质粒的阳性菌落。

常规的PCR鉴定需要进行细菌培养、质粒提取等多步操作后才能进行基因扩增，操作繁琐，耗时较长，为了简化操作程序，Gussow和Clackon提出菌落PCR方法，即用无菌牙签挑取单菌落到TE缓冲液中，煮沸5min，涡旋振荡后短暂离心，用1－2μL裂解液作DNA模板，这样就省去了抽提模板DNA这一步，大大节省了时间和成本。 后来该方法进一步改进，利用牙签直接沾取一点单菌落作为模板进行扩增反应更大量节省了时间，简化了操作程序，单菌落PCR可以有效的筛选阳性重组克隆。

二 实验目的 1. 学习通过蓝白斑筛选阳性重组菌落； 2.学习菌落PCR技术及通过菌落PCR鉴定白斑菌落。

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：培养皿、电热恒温培养箱、无菌工作台、牙签、PCR管、各种tip、PCR仪。 材 料： 连接产物转化后的菌落平板

试 剂： LB 液体培养基 氨苄青霉素(100 mg/mL) 10×PCR 反应缓冲液; dNTP Mix(每种2.5mM); 5’和3’引物（10μmM）; Taq DNA 聚合酶 2.5U/μl; 无菌去离子水；

四 实验步骤 1. 用牙签从LB固体平板上挑取白斑单菌落接种到1 mL含有氨苄青霉素的LB液体培养基中，37oC，200 rpm 培养过夜； 2. 同时将牙签在下如下PCR体系中搅一下 (总体积25μl ) ddH2O 20.8 83.2μl 10×Buffer (Including MgCl2) 2.5 10μl dNTP mix （各10 mM ） 0.5 2μl 5’上游引物 （ 10μM ） 0.5 2μl 3’下游引物 （ 10μM ） 0.5 2μl Taq DNA聚合酶 0.2 0.8μl 可以以小组为单位，现将上述各试剂混合，再分装，如小组为4人，就在EP管中加入4倍体积的上述各组分（除菌液），在分装到PCR管，这样便于试剂取样。

3. 将PCR管放置到PCR仪中，盖好盖子； 4. 用94oC预变性3-5分钟；94oC变性1分钟，58oC退火1 分钟, 72oC延伸2 分钟, 32个循环；最后一轮循环结束后, 于72oC下保温10 分钟； 5. 终止反应，从PCR仪取出PCR管，放置4oC存。

五 注意事项 1. X-gal是5-溴-4-氯-3-吲哚-b-D-半乳糖以半乳糖苷酶水解后生成的吲哚衍生物显蓝色。IPTG是异丙基硫代半乳糖苷为非生理性的诱导物，它可以诱导lacZ的表达。 3. 在含有X-gal、IPTG的筛选培养基上，携带载体DNA的转化子为蓝色菌落，而携带插入片段的重组质粒转化子为白色菌落，平板如在37℃培养后放于冰箱3-4小时可使显色反应充分，蓝色菌落明显。

实验八 重组质粒的提取

一、实验原理 从细菌中分离质粒DNA 方法包括3 个基本步骤: 1.培养细菌使质粒扩增； 2.收集和裂解细胞; 3.分离和纯化质粒DNA。

1. 细菌培养 质粒的扩增与质粒在细菌细胞内的拷贝数和细菌个数正相关。 质粒拷贝数是指在正常生长条件下，每个细菌细胞所对应的平均质粒数。在质粒复制子调控下，质粒拷贝数可随细菌培养条件变化而在较窄的范围波动，生长条件恒定，质粒增殖速度与宿主细胞增殖速度完全一致，拷贝数保持不变。

2.细菌的收获与裂解 细菌的收获可以通过离心来进行； 细菌的裂解可以采用多种方法，这些方法包括非离子型或离子型去污剂、有机溶剂或碱进行处理及加热处理等。 采用何种方法取决于三个因素：质粒的大小、大肠杆菌菌株和裂解后用于纯化质粒DNA技术。

大质粒（＞15kb）采用温和方法 小质粒（＜15kb ）可采用较剧烈方法 有些大肠杆菌菌株不能采用加热的方法裂解；

3. 分离和纯化质粒DNA 当用强热或酸、碱处理时，细菌的线性染色体DNA 变性,而共价闭合环状DNA的两条链不会相互分开，当外界条件恢复正常时，线状染色体DNA 片段难以复性,而是与变性的蛋白质和细胞碎片缠绕在一起,而质粒DNA 双链又恢复原状,重新形成天然的超螺旋分子,并以溶解状态存在于液相中。

在细菌细胞内,共价闭环质粒以超螺旋形式存在。在提取质粒过程中，除了超螺旋DNA 外，还会产生其它形式的质粒DNA。如果质粒DNA 两条链中有一条链发生一处或多处断裂,分子就能旋转而消除链的张力,形成松驰型的环状分子,称开环DNA；如果质粒DNA 的两条链在同一处断裂,则形成线状DNA。当提取的质粒DNA 电泳时,同一质粒DNA 其超螺旋形式的泳动速度要比开环和线状分子的泳动速度快。

二、实验目的 1 了解质粒各种提取方法 2 通过碱法提取重组质粒

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：三角瓶、超净工作台、台式离心机、微量移液器及吸头、EP管、DNA振荡器。 材 料： 含有重组质粒的培养细菌

试 剂 碱法提取质粒需要的试剂： 溶液Ⅰ：50 mmol/L 葡萄糖，25 mmol/L Tris.Cl (pH8.0)， 10mmol/L EDTA (pH8.0)。 溶液Ⅰ配制后高压灭菌15 分钟,储存于4℃冰箱。 溶液Ⅱ：0.2 mol/L NaOH， 1％ SDS(临用前用10 mol/L NaOH 和10％ SDS现配)。 溶液Ⅲ：5 mol/L KAc 60ml，冰醋酸 11.5ml， H2O 28.5ml，定容至100ml, 并高压灭菌。

四、实验步骤 （一）、 碱法 1. 接种少许通过PCR鉴定含有重组质粒DH5α菌液到液体LB 培养基(含100 μg/ml Amp)中, 37℃ 振荡培养约12 小时至对数生长后期；。 2、取菌液入1.5ml EP 管中,4℃，8,000 rpm, 5min; 3、弃上清,将管倒置于吸水纸上数分钟,使液体流尽； 4、菌体沉淀重悬浮于200μl 溶液Ⅰ中(需剧烈振荡)； 5、加入新配制的溶液Ⅱ400μl,接近水平旋转EP管,以混匀内容物(不要振荡),冰浴5 分钟。 6、加入300μl 预冷的溶液Ⅲ,温和转动EP管至絮状沉淀出现，冰浴中5-10分钟,4℃，12,000 rpm, 10 min;

7. 上清液移入干净EP 管中,加0.8倍体积5M LiCl,混匀,-20℃, 20 min; 8. 4℃,12,000 rpm，10 min 9. 将水相移入干净EP 管中,加入0.6 倍体积的异丙醇,振荡混匀后，然后4℃,12,000 rpm，10 min； 10. 弃上清,将管口敞开倒置于吸水纸上使所有液体流出,加入70％乙醇洗沉淀一次, 4℃,12,000 rpm，5 min； 11. 吸除上清液,将管倒置于吸水纸上使液体流尽, 室温干燥。 12. 将沉淀溶于20μl ddH2O 中,加入1-2μl RNaseA, 37℃水浴中温育2-3 h.

实验九 重组质粒及表达载体pET酶切分析

一、实验原理 限制性内切酶能特异地结合于一段被称为限制性酶识别序列的DNA序列之内或其附近的特异位点上,并切割双链DNA。 限制性内切酶可分为三类: Ⅰ类和III酶在同一蛋白质分子中兼有切割和修饰(甲基化)作用且依赖于ATP 的存在。Ⅰ类酶结合于识别位点并随机的切割识别位点不远处的DNA；III类酶在识别位点上切割DNA 分子,然后从底物上解离。Ⅱ类由两种酶组成: 一种为限制性内切核酸酶(限制酶),它切割某一特异的核苷酸序列; 另一种为独立的甲基化酶,它修饰同一识别序列。

分子克隆中广泛应用的是：Ⅱ类中的限制性内切酶。 绝大多数Ⅱ类限制酶识别长度为4 至6个核苷酸的回文对称特异核苷酸序列(如EcoRⅠ识别六个核苷酸序列:5‘- G↓AATTC-3’),有少数酶识别更长的序列或简并序列。 Ⅱ类酶切割位点在识别序列中,有的在对称轴处切割,产生平末端的DNA 片段(如SmaⅠ:5‘-CCC↓GGG-3’);有的切割位点在对称轴一侧,产生带有单链突出末端的DNA 片段称粘性未端, 如EcoRⅠ切割识别序列后产生两个互补的粘性末端（5’-G↓AATTC-3’）。

BamH I

pET32a多克隆位点上也有BamHI位点

克隆基因引物也加入了BamHI位点 Primer5’:GGATCCATGGCGGAGAAAATCACG Primer3’:GGATCCCTATTCAGTGTCAGACGGCAAG

影响酶切反应的因素 1. DNA 纯度 2. 缓冲液 3. 温度条件 4. 甘油含量

Takara公司提供的不同缓冲液 BamH I

温度：37OC（ BamH I 30OC） 甘油：控制在10％以下

二、实验目的 1 掌握限制性内切酶酶切反应原理和方法； 1 掌握限制性内切酶酶切反应原理和方法； 2 将上一实验获得的重组质粒及表达载体pET进行限制性内切酶消化（注：不需要酶切pET质粒，老师已经为大家切好了）

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：台式离心机、微量移液器及吸头、EP管、恒温水浴锅。 材 料： 重组质粒和载体质粒

试 剂 内切酶：BamH I 内切酶缓冲液: 10*Buffer K ddH2O

四、实验步骤 推荐一般反应体系

2.将上述反应体系混匀后，短暂离心，于37OC反应2-3小时 1.重组质粒单酶切 酶切反应体系如下(20μl )： 10*Buffer K 2μl 质粒DNA 15- 17μl BamH I 1μl 补充ddH2O到总体积20μl 2.将上述反应体系混匀后，短暂离心，于37OC反应2-3小时 注：重组质粒浓度为1-2μg/μl

实验十 电泳分析酶切反应

一、实验原理 1.琼脂糖凝胶电泳原理同实验二

2.重组质粒pMD-Gene酶切分析 1.DNA Marker 2.重组质粒pMD18-Gene酶切之前对照

3.表达载体pET32a酶切分析 pET 系统是有史以来在E.coli 中克隆表达重组蛋白的功能最强大的系统。pET 载体使目的蛋白的克隆、检测以及纯化更加容易。

载体大致可分为两大类：转录载体和翻译载体。 转录载体用以表达本身带有原核核糖体结合位点和AUG 起始密码子的目的基因。只有3 种转录载体：pET -21(+)、pET -24(+)和pET-23(+)。 翻译载体包括来自T7 噬菌体主要衣壳蛋白的高效核糖体结合位点，用于表达那些不带有核糖体结合位点的目的基因。

翻译载体在命名上与转录载体不同，多一个字母后缀，例如pET-21a(+)，表示相对于BamH I 克隆位点识别序列GGATCC 的阅读框。 所有带后缀a 的载体从GGA三联密码子开始表达，带b 的从GAT 开始，带c 的从BamH I 识别序列ATC三联密码子开始。带d 后缀的载体阅读框和带c 的一样，不同的是它们有一个上游Nco I 克隆位点而非Nde I 位点以便直接将目的基因克隆到AUG起始密码子。

1.DNA Marker 2. 表达载体pET32a酶切之前对照(可能是一条、两条或是三条带) 3.表达载体pET32a酶切之后呈线性化，只有一条带，而在琼脂糖凝胶上，线性化的DNA迁移率最慢。

二、实验目的 1 琼脂糖凝胶电泳分析限制性内切酶酶切反应； 2 将目的基因片段从凝胶上切下来，为目的基因片段凝胶回收作准备。

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：天平、电泳设备、台式离心机、称量纸、药勺、微量移液器及吸头、EP管、三角瓶、微波炉、凝胶成像系统。 材 料： 1.重组质粒pMD-Gene酶切产物 2.表达载体pET-32a酶切 试 剂： 琼脂糖，1×TAE电泳缓冲液、溴化乙锭（EB）、6×Loading buffer、无菌去离子水、DNA Marker；

四、实验步骤 1. 1g 琼脂糖加入100ml 0.5×TAE电泳缓冲液中，摇匀。在微波炉中加热至琼脂糖完全溶解。 2. 将制胶板放好，插入适当梳子，将溶解的琼脂糖（约50℃）倒入，室温冷却凝固 3. 充分凝固后将胶板取出，小心垂直向上拔出梳子，置入电泳槽中，加0.5×TAE电泳缓冲液至液面覆盖凝胶1-2mm。 4. 向pSK-CIPK酶切产物EP管中分别加入3μl 的6×loading buffer，混匀,全部上样到凝胶点样孔；

5.打开电源开关，一般红色为正极黑色为负极，调节电压至3-5V/cm，可见到溴酚蓝条带由负极向正极移动，电泳约30min-60min。 6.在瓷盘中加入适量的水，再加入5－10μl EB，将凝胶放入盘中2－3 分钟 7.将凝胶置于凝胶成像仪内，再紫外灯下检测PCR产物的DNA条带 8.在紫外灯下将pMD-Gene酶切产生的目的基因带从凝胶上切下来，切下的凝胶块要尽量小；

实验十一 DNA凝胶回收

一、实验原理 通过一定的方法将琼脂糖凝胶上需要的目的DNA带回收下来，用于下游实验。

琼脂糖凝胶电泳片断回收的常用方法 1.柱回收试剂盒 是目前最简单快速的回收方法，只需要将电泳凝胶中的产物条带切下，用溶解Buffer彻底溶解，上包埋有纯化填料的纯化柱，离心，再洗涤一次，离心后用洗脱缓冲液洗脱。全程不过10多分钟，得到的产物溶液可以直接用于后继实验。这个方法几乎不需要什么技巧就能得到稳定的结果，也是目前最多商品化试剂盒选择的方法。但是这个方法不适合用于大片断的回收。

2.低熔点琼脂糖 传统手工操作方法之一，低熔点琼脂糖制备凝胶，电泳后切割目的条带，在TE溶液中65度保温融化，用传统的酚氯仿抽提，乙醇沉淀。这个方法现在用的人已经不多了。 以前经费紧张，低熔点琼脂糖贵，比较经济方法就是常规琼脂糖电泳后，在目的条带前方挖槽，灌入低熔点琼脂糖，凝胶后再电泳一小会儿，等条带进入低熔点琼脂糖区域再切出来，这样就非常节约了。

二、实验目的 1. 从含有目的基因片段凝胶块上回收DNA。 2.回收目的基因片段为下步连接反应作准备

三、实验仪器、材料和试剂 仪器及耗材：天平、台式离心机、微量移液器及吸头、EP管。 材 料： 含有目的基因酶切产物的凝胶块 材 料： 含有目的基因酶切产物的凝胶块 试 剂： AxyPrep DNA 凝胶回收试剂盒 ；无水乙醇；

四、实验步骤 1. 凝胶称重（提前记录 1.5 ml 离心管重量），按照1：1加入XP2 Binding Buffer（如 100 mg凝胶加入100 μl XP2 Buffer）。 2. 于 60oC加热，间断混合（每 2-3 min），直至凝胶块完全熔化（约 6-8 min）。 3. 将回收柱放置于收集管上，溶解的凝胶加入到回收柱中，10 000 g, 室温离心1 min; 4. 弃滤液，将回收柱重新放置于收集管上，加入 300 μl XP2 Binding Buffer，10,000×g 离心 1 min，弃滤液。

5.将回收柱重新放置于2 ml收集管，加700 μl SPW Buffer, 10,000×g 离心1 min，弃滤液。 6. 重复步骤5一次； 7．将回收柱放回收集管，13 000 g离心2 min, 打开回收柱盖子，在试验台放置1-2min; 8．将回收柱置于洁净的 1.5 ml 离心管中，在回收柱结合DNA的膜中央加 20-30 μl Elution Buffer 或去离子水，室温静置 1 min。13,000×g离心 1 min 洗脱 DNA。