动物疾病治疗基本操作技术 一、实验动物的抓取固定方法 二、实验动物编号标记方法 三、动物性别的辨别年龄判断 四、常用的几种注射方法

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1 动物疾病治疗基本操作技术 一、实验动物的抓取固定方法 二、实验动物编号标记方法 三、动物性别的辨别年龄判断 四、常用的几种注射方法
五、实验动物采血方法

2 一、实验动物的抓取固定方法 （一）小鼠（Mouse )抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

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4 （二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠

5 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作。
（三）蛙类（Toad）的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作。 婚垫 雄蟾 雄蟾 雌蟾

6 A B 图3-2-1 青蛙(或蟾蜍)捉拿法 图3-2-2 青蛙(或蟾蜍)固定法

7 （四）豚鼠（Guinea pig ) 的抓取固定方法 一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。

8 （五）兔(Rabbit )的抓取固定方法 1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。 2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，马蹄形固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。

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11 （六）狗(Dog )的抓取固定方法 一般为头部固定和四肢固定。用布带迅速兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌下打第二结，然后将布带引至头后颈项部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适宜。

12 猫（Cat 猫的神经系统和循环系统较发达，与人很相似。常用于神经、循环和呼吸方面的实验。

13 猪(Pig) 常应用于皮肤烧伤、肿瘤学、免疫学、心血管及糖尿病、遗传性和营养性疾病、移植、外科手术等方面的研究

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15 二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右，从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液，其次为苦味酸溶液。

16 2）烙印法：大、中型动物 3）针刺法：兔 4）挂牌法 5）穿耳孔法 6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
1 3 4 5 6 7 8 9 10 20 30 40 70 50 80 60 90 图3-2-8小鼠背部的编号方法

17 （二）动物性别的辨别 三、动物性别的辨别及年龄判断
（一）大、小鼠的性别鉴定 雄 雌 图3-2-7 小鼠性别的特征

18 （二）兔的性别鉴定 Male Genital：生殖器 Anus：肛门 Penis：阴茎 Foreskin：包皮
Female slit：切开，缝 vulva：外阴 Flanked：两侧

19 1、大、小鼠 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
（三）年龄的大致判断 1、大、小鼠 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样） 日龄/d 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身 能爬行

20 日龄/d 外观形态特征 能听到声音 9～11 全身被白毛，门齿长出 13～15 眼皮张开，能跳跃，能抓取东西 18以后 能自行采食，独立生活

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23 2、家兔 家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于白；1岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖钩曲。另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮，行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓的为老年兔。

24 3、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿→犬齿→臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8～l0个月齿换齐。但犬齿需要1岁半以后才能长坚实。饲养场饲养的品种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的杂种犬就无法知道确切年龄。实际中，可根据犬齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。

25 四、常用给药方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

26 常用的给药途径包括： 灌胃（ig）、静脉注射（iv）、肌肉注射（im）、皮下注射（sc）、腹腔注射（ip）、及静脉滴注 （一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药。 如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。

27 （一）皮下注射 　　注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （二）皮内注射 　　皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

28 （三）肌肉注射 　　肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

29 药物注射： 皮 肤 I.M. （肌肉注射） S.Q.（皮下注射） 皮 下 组 织 肌 肉 皮 肤 皮 下 组 织 肌 肉

30 猪 水： 如果猪能正常饮水，可采用饮水给药。 注射部位 饲料： 如果猪采食正常，可采用拌料给药。 注射：
如果猪吃、喝不正常，就只能采用注射方法给药。 注射部位

31 图3-2-11小鼠腹腔注射方法 （四）腹腔注射 　　用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液,为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

32 （五）静脉注射 　　1．兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入,然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。 图 兔耳缘静脉注射法

33 2、小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射.尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 8.5cm 3.5cm 1cm 图 小鼠尾静脉注射法

34 3、狗：狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。

35 4、蛙（或蟾蜍）：将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌，可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可.
几种常用的动物不同给药途径的注射量

36 几种常用的动物不同给药途径的注射量 注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 狗 腹腔 0.2-1.0 1-3 2-5 5-10 5-15
表1　几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 狗 腹腔 肌肉 静脉 皮下

37 （六）淋巴囊注射 　　蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。有时也可采用胸淋巴囊给药。方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液，一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊. 。

38 在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。
（七）经口给药 　　在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。 　　1．小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。 　　一般当灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml 图3-2-9 小鼠灌胃法

39 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0ml，大鼠4-7ml，豚鼠为4-7ml，家兔为80-150ml，狗为200-500ml。
2．狗、兔、猫、猴 灌胃时 先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约10-15cm，粗细应适合狗嘴，约2-3cm，中间粘一小孔，孔的直途为5-10cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为 ml，大鼠4-7ml，豚鼠为4-7ml，家兔为80-150ml，狗为 ml。 胃管 开口器 图 兔灌胃方法

40 内服给药 1、片（丸剂）给药 左手按住犬颈背部，右手托住犬下巴，拇指与中指及无名指分别从两侧颊部契入使犬打开口腔，助手将药丸以手指或镊子深入其咽部，闭合口腔1分钟。

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42 内服给药 2、粉剂给药 以上述方法打开犬口腔，助手将药粉放于一方形纸上，对折后倒入口腔，紧闭犬口腔一分钟，打开后以水剂喂药法喂水助其吞咽。

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45 内服给药 3 水剂给药 1)．用注射器抽取所需剂量，拔去针头。 2)．用一手的食指和拇指伸进面峡并轻拉嘴上侧，使其嘴角处形成一个小窝。
3 水剂给药 1)．用注射器抽取所需剂量，拔去针头。 2)．用一手的食指和拇指伸进面峡并轻拉嘴上侧，使其嘴角处形成一个小窝。 3)．慢慢用注射器将药物推进体内。

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47 （八）其它途径给药 1．呼吸道给药 　呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等；特别在毒物学实验中应用更为广泛。 2．皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

48 3．脊髓腔内给药　 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。 家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。

49 4．小脑延髓池给药 　此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力 .

50 5．脑内给药 　此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。

51 6．直肠内给药　 此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约7～9cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接尾根）。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。

52 7．关节腔内给药　 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液。动物最大给药量可参考表。

53 表2 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
表2　常用实验动物的最大给药量和使用针头规格 动物名称 项目 灌胃 皮下注射 肌肉注射 腹腔注射 静脉注射 小白鼠 最大给药量 1ml ml ml ml ml 使用针头 (钝头) 5(1/2) (1/2) (1/2) 大白鼠 最大给药量 1ml ml ml ml ml 使用针头 鼠 最大给药量 3ml 1ml ml ml ml 使用针头 (1/2) (1/2) 兔 最大给药量 ml 2ml ml ml ml 10号 (1/2) (1/2) 猫 最大给药量 ml ml ml m ml 使用针头 号 导尿管

54 五、实验动物采血方法 （一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血
6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血

55 （二）豚鼠采血法 1、耳缘剪口采血 　 2、心脏采血 　 3、肌动脉采血 　 4、背中足静脉取血 （三）兔采血法 　 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 　 5、股静脉、颈静脉取血

56 （四）狗、猫采血法 　 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 　 2、股动脉采血 　 3、心脏采血 　 4、耳缘静脉采血 　　 5、颈静脉 （五）猴采血法 1、毛细血管采血 2、静脉采血 3、动脉采血

57 （六）羊的采血方法: 常采用颈静脉取血方法。 （七）鸡、鸽、鸭的采血方法 鸡和鸽常采用的取血方法，是从其翼根静脉取血。

58 实验动物的麻醉 常用麻醉药 氨基甲酸乙酯 氯醛糖 巴比妥类 乙醚 局部麻醉药

59 实验动物的处死方法 （一）蛙类 常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊椎的方法处死。 （二）大鼠和小鼠 　　1、脊椎脱臼法；2、断头法；3、击打法； 　 4、急性大失血法；5、化学致死法。 （三）狗、猫、兔、豚鼠 　 1、空气栓塞法；2、急性失血法； 　 3、破坏延脑法；4、开放性气胸法； 　 5、化学药物致死法。

60 化学药物致死法 静脉内注入一定量的氯化钾溶液，使动物心肌失去收缩能力，心脏急性扩张，致心脏驰缓性停跳而死亡。每条成年兔由兔耳缘静脉注入10％氯化钾溶液5～10ml；每条成年狗由狗前肢或后肢下静脉注入20～30ml。即可致死。 静脉内注入一定量的福尔马林溶液，使血液内蛋白凝固，动物由于全身血液循环严重障碍和缺氧而死。每条成年狗静脉注入10%福尔马林溶液20ml即可致死。也可将福尔马林与酒精按一定比例配成动物致死液应用。